Diagramme des quatre premiers cycles de la PCR.

L'amplification en chaîne par polymérase (ACP)^[1] ou réaction de polymérisation en chaîne^[2], généralement siglée PCR (de l'anglais : polymerase chain reaction) est une méthode de biologie moléculaire permettant d'obtenir rapidement, in vitro, un grand nombre de segments d'ADN identiques, à partir d'une séquence initiale^[3],[4]. Le terme test d'amplification des acides nucléiques (TAAN), très peu utilisé par les chercheurs (moins de 200 articles référencés dans Google Scholar en août 2022, contre plus de 45 000 pour la requête PCR dans les pages en français), est plus restrictif, car il désigne l'application de la PCR à des fins diagnostiques. Or, cette technique a de multiples applications en recherche, dès lors qu'il est nécessaire d'obtenir des quantités notables d'ADN à partir d'une source limitée. Il est aussi quelque peu incorrect, car il serait préférable d'écrire test par amplification des acides nucléiques : en effet, ce n'est pas l'amplification qui est testée, elle est le moyen permettant le test.

Elle permet de multiplier en grand nombre (avec un facteur de l'ordre du milliard) une séquence d'ADN ou d'ARN connue (avec une étape supplémentaire de rétrotranscription pour l'ARN), à partir d'une faible quantité (de l'ordre de quelques picogrammes) d'acide nucléique, et à l'aide d'amorces spécifiques constituées d'oligonucléotides de synthèse de dix-sept à vingt-cinq nucléotides. Le terme amplicon désigne aussi bien la séquence de départ que le produit obtenu. Cette technique permet, par exemple, de détecter la présence du VIH ou mesurer une charge virale (concentration du virus dans le plasma), des traces d'OGM (organismes génétiquement modifiés), ou encore des virus d'hépatites B, C et D. Elle permet également de préparer des quantités notables d'un fragment donné à des fins d'insertion dans des vecteurs ad hoc (clonage).

De plus en plus utilisée en criminalistique, cette technique se fonde sur la combinaison de deux facteurs :

• les propriétés de synthèse enzymatique et d’initiation spécifique à l'ADN double brin spécifique des ADN polymérases dépendantes à l'ADN thermostables ;
• les propriétés d’hybridation et de déshybridation des brins complémentaires d’ADN en fonction de la température.

Ces éléments permettent de contrôler l’activité enzymatique grâce à des transitions de température (assurées par un thermocycleur) répétées de manière cyclique (cf. réaction en chaîne).

Les premières ADN polymérases utilisées en PCR provenaient d'une bactérie thermophile (résistante à des températures très élevées), par exemple Thermus aquaticus (Taq polymérase) ou encore Pyrococcus furiosus (Pfu polymérase), Thermococcus litoralis (Vent ou Tli polymérase), Thermus thermophilus (Tth polymérase). De nos jours, les enzymes utilisées sont dites recombinantes, ce qui simplifie considérablement leur obtention, et leurs propriétés ont été largement modifiées pour les rendre plus efficaces, plus fidèles.

En moins de dix ans, on a appris à faire plus d'un milliard de copies en moins d'une heure, ce qui a imposé la PCR dans les laboratoires en révolutionnant la biologie moléculaire. Elle n'est cependant pas fiable pour certaines sources d'échantillons (urine^[5], crachats^[5]), peut-être en raison d'inhibiteurs de la Taq polymérase.

Historique

Nombre d'articles sur PubMed mentionnant la PCR, par année.

La PCR est une technologie qui a bouleversé la biologie moléculaire et s'est implantée très rapidement dans les laboratoires. En revanche, la PCR en temps réel a dû attendre la mise sur le marché d'un certain nombre d'innovations technologiques avant de se développer et est encore considérée comme une méthodologie nouvelle. Le nombre d'articles par an répondant aux mots clés « polymerase chain reaction » (1) et « real-time polymerase chain reaction » (2) sur le moteur de recherche PubMed donne une assez bonne idée de leur importance dans le monde scientifique. Notez que la méthode n'est pas exempte de biais, par exemple quelques articles sont trouvés pour la PCR en temps réel en 1991 et 1992 (en pointillé) alors que son principe n'a été décrit qu'en 1993. La différence (1-2) est représentative du poids de la PCR en point final, qui va probablement céder progressivement la place au temps réel.

Cette technique a largement évolué depuis ses débuts. Parmi les évolutions les plus fondamentales, on retrouve :

• le remplacement du fragment de Klenow d’ADN polymérase I d’E . coli par une polymérase thermorésistante (initialement la Taq) qui évite de devoir remettre de l’enzyme à chaque cycle. Cette innovation permet un bond énorme vers l’automatisation et évite de devoir ouvrir le tube réactionnel, limitant considérablement le risque de contamination ;
• la généralisation des thermocycleurs (un bon nombre d’anciennes expérimentations ont été réalisées avec trois bains-marie) a permis de rendre la PCR moins contraignante, plus reproductible et était un prérequis indispensable à la plupart des applications nouvelles ;
• l'invention de la PCR en temps réel qui permet de rendre la méthode quantitative et évite plusieurs étapes expérimentales contraignantes, telles l’électrophorèse sur gel d’agarose, l’acquisition de fluorescence, la calibration de l’acquisition du signal, etc.

Par souci de clarté, les dates correspondent à la première publication sur le domaine et seuls les premiers auteurs sont cités, les références complètes étant dans le chapitre « Bibliographie ». Ce choix permet en outre de limiter les polémiques telles le rôle de Rosalind Elsie Franklin dans la découverte de la structure de la double hélice d’ADN.

• 1953 : Découverte de la structure en double hélice de l’ADN par James Dewey Watson et Francis Harry Compton Crick, (prix Nobel de physiologie ou médecine en 1962) d'après les travaux de Rosalind Franklin.
• 1956 : Découverte de l’ADN polymérase ADN dépendante (ADN pol I) par Arthur Kornberg (prix Nobel de physiologie ou médecine en 1959).
• 1970 : Co-découverte indépendante de l’ADN polymérase ARN dépendante par Howard Martin Temin et David Baltimore (prix Nobel de physiologie ou médecine en 1975).
• 1986 : Première publication publique sur la PCR par Kary Mullis (prix Nobel de chimie en 1993).
• 1988 : Première PCR réalisée avec une ADN polymérase thermostable, provenant de Thermus aquaticus, par Saiki RK.
• 1991 : Première détection du produit de PCR par sonde (sonde d’hydrolyse) par Holland PM.
• 1992 : Invention de la PCR en temps réel par Russell Higuchi.
• 1995 : Première publication sur la TAIL-PCR par Liu YG
• 1996 : Mise au point des polymérases temporairement inactives et activables par la chaleur par Birch DE.
• 1997 : Mise en évidence de la variation de température "Tm dépendante" du SYBR green par Wittwer CT.
• 1997 : Première discrimination d’allèle grâce à la courbe de fusion par Lay MJ.

Principe

La PCR est une technique basée sur une répétition de cycles de transition de température. Sauf pour certaines méthodes (par exemple l’utilisation de sondes d’hydrolyse), chaque cycle contient trois étapes détaillées ci-dessous. Par souci de didactisme, nous allons considérer pour l’exemple qui suit une efficacité de PCR de 100 %.

Évolution de la température et des différents types de brins d'ADN au cours des 4 premiers cycles de la PCR

Étapes de la PCR

Conditions natives (0 sur le schéma)

Cette étape se fait généralement à température ambiante. L’ADN bicaténaire adopte sa conformation en double hélice. Dans cet exemple, nous considérerons qu’il n’y a qu’une molécule initiale d’ADN double brin dans la solution, la zone colorée (magenta et orange) correspondant à notre amplicon. Note: les ADN complémentaires issus de la transcription inverse sont généralement simple brin et adopteront alors de complexes conformations tridimensionnelles similaires à celle des ARN.

Dénaturation initiale (1’ sur le schéma)

Avant de commencer les cycles de PCR proprement dit, une étape de chauffage (généralement 10 à 15 minutes à 95 °C) est réalisée. Cette étape permet de : déshybrider les ADN double brin, de casser les structures secondaires, d’homogénéiser le milieu réactionnel par agitation thermique, d’activer les polymérases de type « Hot start », de dénaturer d’autres enzymes qui pourraient être dans la solution (Transcriptase Inverse, Uracil-N-Glycosylase).

Phase de dénaturation (1 sur le schéma)

Cette étape (généralement 0 à 1 minute à 95 °C) permet de déshybrider les ADN, de « décrocher » les polymérases qui seraient encore liées à une matrice et d’homogénéiser le milieu réactionnel.

Phase d’hybridation ou d'appariement des amorces (2 sur le schéma)

Cette étape (généralement 2 à 60 secondes à 56–64 °C) permet aux amorces sens et anti-sens de s’hybrider aux ADN matrice grâce à une température qui leur est thermodynamiquement favorable. Peu de brins d’ADN matrice peuvent s’hybrider (se lier) avec leur brin complémentaire, ce qui empêcherait la fixation des amorces, car ces dernières sont bien plus courtes et en concentration bien plus importante. Expérimentalement, il est constaté que la PCR fonctionne même avec une phase d’hybridation avec une température supérieure de quelques degrés au Tm théorique des amorces, probablement parce qu’elles interagissent déjà avec les polymérases, qui stabiliseraient leur hybridation à l’ADN matrice.

Caractéristiques des amorces

Le produit de la PCR en concentration faible (bande 2) et élevée (bande 3) en comparaison avec le marqueur de poids moléculaire (bande 1) dans du gel d'agarose.

• les séquences nucléotidiques des amorces doivent être spécifiques des séquences complémentaires de l'ADN simple-brin auxquelles elles vont s'apparier. La complémentarité parfaite n'étant par ailleurs pas obligatoire. De plus la spécificité de la séquence est importante dans la mesure où celle-ci ne doit pas pouvoir s'apparier à une autre séquence de l'ADN que l'on souhaite répliquer ;
• les séquences des amorces doivent être choisies de sorte à minimiser les possibilités d'appariement entre elles. De même chaque amorce est choisie pour ne pas pouvoir former une structure secondaire ;
• le procédé même de la PCR reposant, entre autres, sur des équilibres thermodynamiques, les amorces doivent avoir des températures de fusion le plus proche possible, autrement dit le rapport entre les bases AT et GC des deux amorces ne doit pas être trop différent.

Phase d’élongation (3 sur le schéma)

Cette étape (généralement 4 à 120 secondes à 72 °C) permet aux polymérases de synthétiser le brin complémentaire de leur ADN matrice à une température qui leur est optimale. Ce brin est fabriqué à partir des dNTPs libres présents dans le milieu réactionnel. La durée de cette étape dépend normalement de la longueur de l’amplicon.

Évolution de l'ADN au cours des quatre premiers cycles

Cycle n^o 1

• Lors de la phase 1, nous constatons que l’ADN initial a adopté une conformation « linéaire » (sans structure secondaire) et simple brin. Les amorces, les dNTPs et les polymérases sont en large excès et répartis de façon homogène dans la solution.
• Lors de la phase 2, une des amorces sens s’hybride avec sa séquence complémentaire sur le brin anti-sens (en magenta), une des amorces anti-sens se liant elle au brin sens (en orange). Deux polymérases peuvent alors interagir avec les deux complexes amorces/ADN matrice.
• Lors de la phase 3, les polymérases parcourent leur brin matrice de son extrémité 3’ vers son extrémité 5’ tout en synthétisant le brin complémentaire. Elles s’arrêteront à la fin du cycle, décrochées par la phase de dénaturation du cycle suivant. Les ADN néo-synthétisés sont donc précisément définis à leur extrémité 5’ mais pas à leur extrémités 3’ (parties noires). Les ADN sont alors bicaténaires sur une longueur plus ou moins importante.

À la fin de l’étape 3, nous avons alors deux brins d’ADN matrice et deux brins (un sens et un anti-sens) d’ADN précisément définis à leur extrémité 5’ uniquement.

Cycle n^o 2

Les trois phases se déroulent de la même manière qu’au cycle n^o 1, sauf que deux polymérases arrivées au bout de leur ADN matrice se décrochent spontanément. À la fin de la phase 3, nous obtenons tous les types d’ADN qui existeront lors de la PCR, soit :

• un brin d’ADN natif sens (A) ;
• deux brins d’ADN anti-sens précisément définis à leur extrémité 5’ uniquement (B) ;
• un brin d’ADN sens correspondant à l’amplicon, c'est-à-dire précisément défini à ses deux extrémités (C) ;
• deux brins d’ADN sens précisément définis à leur extrémité 5’ uniquement (D) ;
• un brin d’ADN anti-sens correspondant à l’amplicon, c'est-à-dire précisément défini à ses deux extrémités (E) ;
• un brin d’ADN natif anti-sens (F).

Cycle n^o 3

Idem au cycle 2. À la fin de la phase 3, nous observons 1 brin de type A et F, 3 de B et D, et 4 de C et E. Nous observons l’apparition de deux molécules d’ADN double brins C-E qui correspond à notre amplicon.

Cycle n^o 4

Idem au cycle 3. À la fin de la phase 4, nous observons 1 brin de type A et F, 4 de B et D, et 11 de C et E. Nous observons que l’amplicon devient la combinaison majoritaire.

Cycles n^o 5 et au-delà

Si nous avions augmenté le nombre de cycles, nous aurions obtenu le tableau suivant :

nombre de molécules de chaque type en fonction du cycle de PCR

		cycles
		0	1	2	3	4	5	6	7	8	9	10	11	12	13	14	15	n
type de molécules	A	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	${\displaystyle =A_{n-1}+0}$
	B	0	1	2	3	4	5	6	7	8	9	10	11	12	13	14	15	${\displaystyle =B_{n-1}+1}$
	C	0	0	1	4	11	26	57	120	247	502	1013	2036	4083	8178	16369	32752	${\displaystyle =C_{n-1}+(B_{n-1}+E_{n-1})}$
	D	0	1	2	3	4	5	6	7	8	9	10	11	12	13	14	15	${\displaystyle =D_{n-1}+1}$
	E	0	0	1	4	11	26	57	120	247	502	1013	2036	4083	8178	16369	32752	${\displaystyle =E_{n-1}+(C_{n-1}+D_{n-1})}$
	F	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	1	${\displaystyle =F_{n-1}+0}$
simple brin	nombre	2	4	8	16	32	64	128	256	512	1024	2048	4096	8192	16384	32768	65536	${\displaystyle =\Sigma }$ An à Fn
	% amplicon	0,00	0,00	25,00	50,00	68,75	81,25	89,06	93,75	96,48	98,05	98,93	99,41	99,68	99,83	99,91	99,95	${\displaystyle =100*(C_{n}+E_{n})/\Sigma _{simplebrin}}$
double brins	nombre	1	2	4	8	16	32	64	128	256	512	1024	2048	4096	8192	16384	32768	${\displaystyle =\Sigma _{simplebrin}/2}$
	% amplicon	0,00	0,00	0,00	12,50	43,75	65,63	79,69	88,28	93,36	96,29	97,95	98,88	99,39	99,67	99,82	99,91	${\displaystyle =100*((C_{n}-B_{n})+(E_{n}-D_{n}))/\Sigma _{doublebrin}}$

où A_n (B_n, etc.) est le nombre de molécules de type A (B, etc.) présentes après le n^ème cycle.

En analysant ce tableau, nous constatons que :

• les molécules d’ADN natif (A et F) ne sont pas dupliquées ;
• les molécules précisément définies à leur extrémité 5’ uniquement (B et D) augmentent de manière linéaire (de 1 par cycle sauf si l’ADN natif se dégrade) ;
• le nombre de molécules simple ou double brin augmente selon une exponentielle d’ordre 2 ;
• les molécules contenant la séquence exacte à amplifier (C et E) apparaissent dès le deuxième cycle et augmentent selon une suite arithmétique qui tend vers une exponentielle d’ordre 2 lorsque le nombre de cycles augmente. Notez que dès le dixième cycle, elles représentent près de 99 % de l’ensemble ;
• l'amplicon (les couples C-E) apparaît dès le troisième cycle et augmente selon une loi de même type que ses composants. Il représente près de 98 % des molécules au dixième cycle, 99,91 % au quinzième (zone où les ADNc issus d’ARNm fortement exprimés commencent généralement à devenir détectables).

Ces valeurs ont été obtenues en partant d’une seule molécule initiale d’ADN double brins, mais autrement, chaque matrice aurait subi le même processus. À un cycle donné, la quantité d’ADN dépend donc du nombre initial de matrices. En revanche, quelle que soit sa concentration initiale, il est théoriquement possible d’obtenir n’importe quelle quantité en ajustant le nombre de cycles. La PCR est donc régie théoriquement par la loi : ${\displaystyle [ADN]_{cyclen}=[ADN]_{initiale}xE^{n}}$

Mais la PCR est une réaction enzymatique complexe. Le produit est identique au substrat et peut venir inhiber l’enzyme, mais surtout, les réactifs secondaires (amorces, dNTP) peuvent commencer à manquer. La PCR ne peut donc avoir une loi d’amplification exponentielle que tant que l’ADN matrice est le seul facteur limitant. La réaction devient ensuite imprédictible et il est alors impossible de pouvoir comparer plusieurs échantillons entre eux sans un biais quantitatif plus ou moins significatif (voir l’article sur la PCR quantitative). Il est donc important de bien comprendre les différentes phases d’une cinétique de PCR.

Animation

Cinétique mesurable d'une PCR

Ce chapitre traite des cinétiques mesurables d'une PCR, car des limitations technologiques rendent inaccessibles les cycles précoces, et généralement une large portion de la partie exponentielle. Son profil apparent (mesurable) adopte plusieurs phases distinctes, plus ou moins développées en fonction de choix méthodologiques.

• Schéma de gauche : données expérimentales d’une cinétique de PCR mesurée sur un thermocycleur en temps réel. La fluorescence émise par un intercalant de l’ADN est proportionnelle à la quantité d’ADN présent (c'est-à-dire majoritairement l’amplicon). La courbe représente donc la cinétique d’amplification de l’ADN cycle par cycle.
• Schéma de droite : les valeurs de fluorescence précédentes ont été converties en logarithme décimal. Une cinétique de type exponentiel devrait donc être transformée en un segment de droite (segment quantifiable).
• 1) Bruit de fond de la fluorescence aspécifique du marqueur. Son niveau est très dépendant de la nature du marqueur et du soluté de l’échantillon.
• 2) Zone où la mesure de fluorescence est biaisée par le bruit de fond. Elle se distingue aisément sur le schéma de droite car elle adopte un profil d’exponentielle, alors que les valeurs sont déjà dans un repère semi-logarithmique.
• 3) Zone de la cinétique en phase exponentielle et mesurable sans biais. Elle adopte dans le schéma de gauche l’apparence d’un segment de droite nommé segment quantifiable. Remarquez que dans cet exemple expérimental, il ne fait que 5 cycles.
• 4) Zone de la cinétique où la polymérase devient un facteur limitant. L’accumulation d’amplicon se fait alors de manière constante et devient linéaire sur le schéma de gauche.
• 5) Phases d’amortissement puis de plateau de la cinétique dues à l’apparition de facteurs limitants non constants (dNTP, fluorophore, etc.), de dégradation de l’activité enzymatique, de la qualité de fluorescence…
• 6) Phase de la cinétique qui répondait réellement à une loi exponentielle, mais seule la zone 3 est réellement exploitable (sauf pour le maxima de dérivé seconde en PCR en temps réel).
• 7) Zone linéaire sur le schéma de gauche. Une erreur classique en PCR en point final était de déterminer cette zone grâce à une gamme de cycles pour tenter de faire une mesure quantitative de l’ADNc initial à ce niveau.

Efficacité de la PCR

NB : Le terme efficacité peut avoir deux significations selon les auteurs :

• les premiers désignent l’ordre de l’exponentielle. L’équation de la cinétique s’écrit donc : ${\displaystyle [ADN]_{n}=[ADN]_{initiale}xE^{n}}$ ;
• les seconds désignent la fraction de molécule d’ADN servant effectivement de matrice. L’équation devient alors : ${\displaystyle [ADN]_{n}=[ADN]_{initiale}x(1+E)^{n}}$ Cette deuxième formule facilite l’expression en pourcentage (en multipliant E par 100).

Les conclusions tirées de ces deux concepts (qui se déduisent directement l'un de l'autre) sont absolument identiques ; pour la discussion qui suit, on retiendra la première définition, majoritaire. Cette efficacité de PCR est un élément fondamental à prendre en compte pour obtenir une mesure quantitative ou établir un protocole de PCR multiplexe, mais elle est généralement négligeable pour un résultat qualitatif ou en PCR en point final.

Dans le cas d'un cycle théorique parfait, chaque brin matrice donne une et une seule copie complète de l’amplicon. Le nombre total de brins double donc à chaque étape, et l’efficacité théorique d’une réaction de PCR (notée E) est, dans ce cas, exactement égal à deux. Dans le graphique donnant le résultat dans un repère semi-logarithmique, cela se traduit par le fait que la pente de la partie rectiligne correspond à une progression idéale de log(2) par cycle (soit sensiblement 3 décibel par cycle).

L’avènement de la PCR en temps réel a mis en exergue que l’efficacité réelle de la réaction n’était pas toujours égale à deux. Cela signifie que sur l’ensemble des cycles considérés comme quantitatif (zone n^o 6 de la cinétique), dans les conditions réelles de la réplication, un brin peut ne pas donner une copie et une seule. Dans le graphique en repère semi-logarithmique, cela se traduit par une pente de la partie droite différente de la pente attendue, et généralement moins accentuée. La pente expérimentale est mesurable, et donne la valeur expérimentale de E. Le fait que cette partie est droite signifie que dans cet intervalle de concentration, le nombre moyen de copies réalisé par un brin est constant d'un cycle à l'autre (et en particulier, ne dépend pas des concentrations). Mais il n'y a pas, dans ce cas, « une copie et une seule par brin », mais un nombre différent.

La majorité des protocoles expérimentaux donne une efficacité de PCR entre 1,75 et 2. Deux phénomènes en sont les principales causes, et conduisent à une efficacité expérimentale inférieure ou égale à deux, parce que les réactions biochimiques n'étant pas toujours totales, certaines réplications échouent dans les conditions expérimentales réelles :

• tous les brins matrices ne sont pas forcément liés par un complexe amorce/polymérase lors de la phase d’hybridation (2), et cette liaison peut être réversible. La probabilité d’amorçage (ou de décrochage) peut être influencée par la température, la longueur et la séquence de l’amorce, sa composition en nucléotides naturels ou modifiés, sa concentration dans la solution, la composition ionique de cette dernière, l’auto-hybridation entre les amorces ou la compétition possible d’ADN non cible (par exemple un pseudo-gène) ;
• toutes les synthèses (3) ne sont pas forcément complètes, notamment si la phase d’élongation est trop courte. Un brin incomplet à son extrémité 3’ ne peut pas servir de matrice, car l’amorce complémentaire ne peut pas se lier à lui.

Inversement, certaines sources considèrent peut également être supérieure à deux (ce qui suppose qu'un brin a une probabilité significative de réaliser deux ou plusieurs synthèses pendant un cycle), et serait acceptable jusqu’à 2,3. Elle peut s'expliquer de deux manières :

• la température et la durée optimale de la phase d'élongation (3) peut conserver une cinétique non nulle à la fois pour la réaction de dénaturation (1) et celle d'amorçage (2). Donc pour chacune de ces matrices, après qu'un complexe amorce/polymérase s’est fixé une première fois, une synthèse complète a été effectuée, l’ADN double brin peut se déshybridé (même à une température défavorable), et un second complexe amorce/polymérase s’est fixé à une température probablement défavorable (étape d’élongation) et qu’une seconde synthèse complète peut recommencer (voire une troisième). Dans ce cas, une part significative (jusqu’à 30 %) des brins d’ADN servent plusieurs fois de matrice pendant un cycle, et cette proportion (qui ne dépend que des cinétiques des réactions) est conservée pendant toute la phase exponentielle ;
• un biais expérimental (dans un facteur de dilution par exemple) ou d’analyse mathématique (généralement commis par l’utilisation inappropriée d’outil d’optimisation présent dans le logiciel du thermocycleur) a été commis. Ces deux types de biais ont été plusieurs fois constatés.

Deux écoles s’affrontent alors, avec des arguments expérimentaux à l’appui. L’une considère que cette efficacité est une constante pour chaque amplicon dans un protocole expérimental donné. L’autre estime qu’elle varie toujours significativement et qu’elle nécessite d’être constamment remesurée. Il convient de noter qu’il est très difficile de savoir si une variation d’une efficacité de PCR observée vient de la nature même de cette méthode, d’une variation dans le protocole expérimental (manque de reproductibilité des réactifs ou de la manipulation) ou d’une variation dans l’acquisition des données (variations de fluorescence, canaux de lecture différents, biais dans l’analyse mathématique). Il est également très ardu d’être certain que l’efficacité utilisée (mesurée à chaque expérience ou non) est bien celle qui a eu cours dans l’échantillon à calibrer (voir la PCR quantitative).

Techniques associées à la PCR

Les sigles et les noms en anglais sont donnés entre parenthèses.

Applications

Autres techniques

Notes et références

Voir aussi